PAS染色原理
用高碘酸氧化多糖时，醛基被游离出来，而显Schiff阳性反应，这种Schiff反应称为PAS（Peri-odicAcidSchiff）反应。自J.E.A.McManusiu（.）、R.D.Hotchkiss（）以来，一直被用作为多糖的组织化学检测方法。
将固定好的切片用水及酒精洗涤以0.5％HIO4处理，它能氧化糖类及有关物质中的1，2-乙二醇基，使之变为二醛，待充分洗去HIO4后，浸于Schiff试剂中，醛与Schiff试剂能结合成一种品红化合物，产生紫红色，因而含多糖部位就被染成红色。
糖原染色是病理学中常规的染色方法之一，不仅能够显示糖原，还能显示中性黏液性物质和某些酸性物质以及软骨、垂体、霉菌、真菌、色素、淀粉样物质、基底膜等。此反应基于1，2-乙二醇基（-CHOH-CHOH）的存在，大部分多糖都出现阳性，但是除多糖外，有些脂质和蛋白质也有阳性反应，故需要做除去脂质和蛋白质的切片标本对照试验。核酸没有乙二醇基，所以是阴性。
溶液配制
1、0.5%～1%高碘酸钠溶液
0.5g过碘酸(HIO4)溶于mL蒸馏水或者70%酒精溶液中,或者按如下配方配制:过碘酸0.8g,95%乙醇70mL醋酸钠0.27g水20mL。
2、Schiff氏液（无色品红溶液）
在三角烧内加入蒸馏水mL，煮沸后，在保持微沸的情况下，加入碱性品红2.5g，并不断摇动约5min（勿使之沸腾），使碱性品红彻底溶解（溶解液为深红色）。冷却到50℃时，过滤，加入1M盐酸50mL，再待冷却至25℃时加入偏重亚硫酸钠2.5g，塞住瓶口，摇动容器以充分混合（此时颜色明显变淡），然后避光放置或冰箱内24h，溶液为淡黄或淡红色，再加入活性炭5g，混合后振荡数分钟，静置1h，再用双层滤纸过滤,此时溶液应完全无色、清澈透明，为无色品红。封口，贮存于棕色瓶中（最好外包黑纸避光）存放入4℃冰箱备用。
3、1M盐酸
浓盐酸（比重1.19含量22%）8.5mL加蒸馏水91.5mL。
4、偏重亚硫酸钠
1M盐酸7.5mL加10%偏重亚硫酸钠（钾）7.5mL,再加mL蒸馏水混合而成。
5、苏木素染液
苏木素0.9g，95%乙醇10mL铵（钾）明矾20g双蒸水mL将苏木素溶于95%的乙醇，钾明矾溶于水（可加热），然后将苏木素液加入明矾液中混合，用强火煮沸后加氧化汞0.5g，迅速搅拌，成深紫色，迅速移入冷水中，次日过滤，临用时取此液95mL加冰醋酸5mL，可使细胞着色清楚。
6酒精-醋酸-氯仿固定液（卡诺固定液，Carnoyfixative）
配方Ⅰ：纯酒精3份+乙酸1份
配方Ⅱ：纯酒精6份+乙酸1份+氯仿3份
配方Ⅲ：甲醇6份+乙酸1份+氯仿3份
适用于植物组织和细胞学材料，为研究细胞分裂和染色体的优良固定液。固定时间不宜过久。
实验步骤：
1、新鲜组织编号取材后,投入固定液。
2、入无水酒精中脱水、二甲苯透明、浸蜡、包埋。
3、常规切片：厚5μm。
4、脱蜡至水：
（1）二甲苯中脱蜡10分钟×3次，用吸水纸吸干液体；
（2）%乙醇5分钟×2次，用吸水纸吸干液体；
（3）95%乙醇5分钟×2次，用吸水纸吸干液体；
（4）流水2分钟，用吸水纸吸干水分；
5、入0.5%～1%高碘酸氧化15min，环境温度以不高于20℃为宜，室温高时氧化时间适当缩短。
6、流水冲洗5min
7、蒸馏水浸洗2次
8、Schiff氏液（Schiff氏液从冰箱取出升至室温使用）避光染色10～30min;
9、0.5%偏重亚硫酸钠（钾）浸洗2次，每次1～2min,以达到分化的目的;
10、流水冲洗5～10min
11、蒸馏水洗
12、Harris苏木精染2～5min
13、自来水洗
14、1%盐酸酒精分化
15、再用自来水充分冲洗
16、温水（或者1%氨水）返蓝，核染色稍浅为好
17、流水冲洗
18、95%乙醇脱水5分钟×2次，用吸水纸吸干液体；
19、%乙醇5分钟×2次，用吸水纸吸干液体；
20、二甲苯中透明5分钟×2次，用吸水纸吸干液体；
结果显示
阳性反应，胞浆呈红色，阴性反应，胞浆呈无色；
在正常血片中红细胞不染色；
血小板染成深红色；
中性粒细胞胞浆染成红色或深红色，有些细胞有阳性颗粒；
单核细胞的胞浆染成淡红色，可含有细小或粗大阳性颗粒；
少数淋巴细胞的胞浆内含有少许小的淡红色或红色颗粒；
正常骨髓的幼稚细胞和有核红细胞都不染色；
巨核细胞的胞浆内呈弥散红色或深红色；
巨核细胞的胞浆内呈弥散红色或深红色。
注意事项：
1、染色过程中不能接触伊红，以免造成颜色误差。
2、试剂均应低温保存，临用前半小时取出恢复室温。
3、高碘酸处理温度以不高于20℃为宜，室温高时，处理时间可适当缩短。Schiff染液染色时间可随温度调整，室温高可减少染色时间，冬季室温低，可延长至20min左右。
4、如果10%福尔马林固定液固定组织染色效果不好，可改用PAS染色的标本固定液宜采用乙醇性固定液。
5、尽可能选取小块新鲜组织及时固定。
6、糖原易溶于水，在酶的作用下很容易分解为葡萄糖，更易溶于水，固定之前决不能用水或生理盐水等浸洗。
7、组织在4℃左右温度内固定与保存，是针对糖的性质和避免糖原溶于水而采取的相应措施。
8、乙醇能沉淀白蛋白、球蛋白，亦能使核蛋白和糖原沉淀，但仍可溶于水，因此最好不单独使用乙醇固定，以酒精为溶剂配制的含甲醛、冰醋酸及苦味酸等混合固定液为好，此类固定液具有固定作用迅速，利用酒精防止糖原溶解于水，利用冰醋酸和苦味酸的膨胀及软化作用，抵消酒精对组织的收缩硬脆，利用甲醛对组织固定的渗透力强、固定均匀等优点，其固定原理是使与糖原相结合的蛋白质凝固，糖原被周围凝固的蛋白质保护起来，而不是凝固糖原，因此固定效果好。
9、作糖原染色时，最好作消化对照，即取两张连续切片，其中一张脱蜡至水后，用1%淀粉酶于37℃消化30min，水洗后与不经消化处理的切片一起置0.5%高碘酸液氧化，如经消化处理的切片染色阴性，不经消化处理的切片染色阳性，即肯定为糖原。
10、偏重亚硫酸钠（钾）溶液配置后，不能保存，因此必须现配现用，用过一次即应废弃。
11、:组织质地不同，切片厚度和染色时间亦不同。肝组织的糖原成分遇水易分解丢失,因此处理组织时忌过度冲洗,无色品红着色一般3～5min,Mayer苏木素复染15～20s即可。肝脏的切片厚度一般在3μm为宜，组织太厚或太薄均不利于观察细胞内空泡状结构。肾穿刺组织切片一定要薄，厚度控制在2μm，无色品红的染色时间一般在15～20min之间，Mayer苏木素复染则应在40s左右。含粘液成分的组织和含霉菌成分的组织切片厚度一般在4μm以内，品红着色5～10min,Mayer苏木素复染25～30s之间即可。
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